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探讨色素上皮衍生因子（PEDF）对人肺腺癌SPC-A-1细胞的增殖与凋
【摘要】目的：探讨色素上皮衍生因子（PEDF）对人肺腺癌SPC-A-1细胞的增殖与凋亡的影响。方法：分组培养SPC-A-1细胞，阴性对照组不添加PEDF蛋白，干预组分别添加180nmol/L、360nmol/L、720nmol/L的PEDF蛋白，采用MMT法检测不同时间点各组细胞增殖抑制率，并采用流式细胞仪检测各组细胞凋亡率进行比较。结果：同一时间点，各浓度PEDF干预组的细胞增殖抑制率均明显高于阴性对照组（P<0.05）；各浓度PEDF干预组间比较差异具有统计学意义（P<0.05）；相同浓度PEDF环境下，各时间点间细胞增殖抑制率存在差异，具有统计学意义（P<0.05）。随着PEDF浓度增高，SPC-A-1细胞凋亡率呈增高趋势。结论：PEDF能够抑制体外人肺腺癌SPC-A-1细胞增殖并能促其凋亡，其抑制增殖水平与浓度、作用时间相关，促进凋亡水平与浓度相关。
【关键词】色素上皮衍生因子；肺腺癌；SPC-A-1细胞；细胞增殖；细胞凋亡
肺癌至今仍占癌症死亡的大部分，在全球范围内是恶性肿瘤导致死亡率最高的一类癌症，5年生存率不到15%，非小细胞肺癌（NSCLC）占肺癌发病的80%左右，肺腺癌是主要的组织学类型[1]。色素上皮衍生因子（PEDF）属于丝氨酸蛋白酶超级因家族，首次在视网膜上皮细胞培养液中发现[2]，众多研究发现其具有抑制新生血管形成，诱导肿瘤分化，从而抑制肿瘤的浸润、转移的功能[3]，其在肺癌各组织学类型细胞株中均有表达。近来研究发现，PEDF蛋白可通过抑制肿瘤血管形成来抑制肺癌细胞的增殖，是一种有效的抗肿瘤治疗方法[4]。本次研究通过对人肺腺癌SPC-A-1细胞在不同浓度PEDF蛋白的影响下增殖、凋亡情况进行研究，为使用PEDF诊断、治疗肺腺癌提供依据。
1. 材料与方法
1.1 细胞培养
人肺腺癌细胞株SPC-A-1（购于上海拜力生物科技有限公司），置于含100ml/L胎牛血清及2.5mmol/L谷氨酰胺的DMEM/F12培养基（购于上海拜力生物科技有限公司），在37℃、50ml/L CO2细胞培育箱中，常规无菌培养，细胞贴壁生长状况良好，取对数生长期细胞进行实验。
1.2 MTT检测
在SPC-A-1细胞对数生长期时，用胰酶（购于美国Sigma公司）消化后离心制备单细胞悬液，以每孔5×104个/ml接种在96孔培养板中，加入培养液，边缘孔加无菌PBS液，置于培养箱过夜。干预组分别加入PEDF蛋白（购于美国Hyclone公司）调整使终浓度为180nmol/L、360nmol/L、720nmol/L，不加PEDF的细胞为阴性对照组，各组设5个复孔。培养24h、48h及72h时加入10μlMTT液继续培养4h后出现结晶，吸去培养液加150μl二甲基亚砜（购于美国Sigma公司）后摇床震荡10min，结晶溶解后使用酶联免疫检测仪于570nm处检测溶液吸光度（A值），重复3次。增殖抑制率=（1-PEDF干预组A值/阴性对照组A值）×100%[5]。
1.3 流式细胞仪检测
在SPC-A-1细胞对数生长期时，用胰酶消化后以2×106个/ml密度接种至细胞瓶中，细胞贴壁生长后，吸去上清液，分别加入PEDF蛋白调整使终浓度为180nmol/L、360nmol/L、720nmol/L，不加PEDF的细胞为阴性对照组。PBS液清洗及再次消化后室温孵育，收集所有细胞，70%乙醇固定30min，PBS冲洗后加入5μl Annexin V-FITC及10μl PI溶液混匀置于流式管中，室温避光染色30min后使用流式细胞仪检测并计算细胞凋亡率。
1.4 统计学方法
研究数据采用SPSS 21.0统计学软件进行分析，计量资料采用（均数±标准差）表示，多组间比较采用单因素方差分析，两两比较采用SNK检验，检验标准取P<0.05具有统计学意义。
2. 结果
2.1 SPC-A-1细胞增殖抑制率
通过MTT法检测不同时间点不同浓度PEDF对人肺腺癌SPC-A-1细胞增殖的抑制率如表1。同一时间点，各浓度PEDF干预组的细胞增殖抑制率均明显高于阴性对照组（F=10.059；F=9.515；F=9.513，P<0.05）；各浓度PEDF干预组间比较差异具有统计学意义（P<0.05），且随着PEDF浓度的增加，对SPC-A-1细胞增殖抑制率也呈递增趋势；相同浓度PEDF环境下，各时间点间细胞增殖抑制率存在差异，具有统计学意义（F=1.610；F=1.188；F=0.418，P<0.05），且随着PEDF作用时间的延长，其对SPC-A-1细胞增殖的抑制率也呈递增趋势。
表1 PEDF对SPC-A-1细胞增殖的抑制率
2.2 SPC-A-1细胞凋亡率
经各浓度PEDF干预48h后，通过流式细胞仪检测人肺腺癌SPC-A-1细胞凋亡率分别为：阴性对照组（1.57±0.09）%、180nmol/LPEDF干预组（6.73±1.42）%、360nmo/LPEDF干预组（13.02±2.91）%、720nmol/L干预组（20.05±4.04）%，见图1，且随着PEDF浓度增高，SPC-A-1细胞凋亡率呈增高趋势。
阴性对照组 180nmol/LPEDF干预组
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360nmol/LPEDF干预组 720nmol/LPEDF干预组
图1 流式细胞仪检测SPC-A-1细胞凋亡结果
3. 讨论
近来，众多研究发现通过抑制血管增生来控制肿瘤的发展被证实为一个有效的方法[6]。血管增生通过内皮细胞迁移及增殖完成，为肿瘤细胞提供了营养，同时血管增生刺激因子与抑制因子出现平衡紊乱，导致新生血管的出现[7]。肿瘤细胞的快速成长有赖于新生血管的形成，并同时通过新生血管形成了肿瘤细胞的转移途径[8]。色素上皮衍生因子（PEDF）是目前发现的最强的血管增生抑制因子，其对于肝癌、肺癌等多种恶性肿瘤均有抑制作用。且有研究发现其在肿瘤细胞凋亡过程中发挥了重要作用，Tan等[9]发现PEDF能够通过Fas通路上调细胞凋亡相关基因表达，并激活胱天蛋白酶信号通路，诱导肿瘤细胞凋亡。Konson等[10]发现PEDF可抑制毛细管道形成，阻碍内皮细胞迁移。
本次研究发现，PEDF可抑制人肺腺癌SPC-A-1细胞的增殖，促进肿瘤细胞的凋亡，并具有剂量依赖性。在PEDF抑制细胞增殖过程中，PEDF浓度及作用时间都对抑制肿瘤细胞增殖产生不同的影响，总体趋势表现为，随着PEDF浓度增高、作用时间延长，对细胞增殖抑制率越高。通过流式细胞技术分析发现，在不同浓度PEDF作用48h后，随着PEDF浓度的增高，肿瘤细胞凋亡率也增高。大量学者对于肺癌患者PEDF蛋白的表达做了相关研究，肺癌患者肿瘤组织中发现PEDF表达水平与肺癌淋巴结转移程度密切相关，PEDF低表达的肺癌组织更易发生淋巴结转移，且PEDF表达水平与肺癌分化程度、临床分期及远处转移密切相关，检测PEDF有助于明确肺癌病变程度[11]。He等[7]发现腺病毒介导的PEDF表达可抑制Lewis肺癌的生长。由此可见PEDF在肺癌患者中的表达水平与肺癌的发生发展密切相关，其通过抑制血管的增生发挥作用。
近来也有大量研究部对不同类型肺癌组织中PEDF蛋白的作用进行了探讨，娄志霞等[12]在对人肺腺癌A549细胞的研究中发现，PEDF的不同浓度、不同作用时间对A549细胞的增殖抑制率均存在差异，不同浓度PEDF对细胞的凋亡率亦存在差异，均呈递增趋势。刘正兵等[13]发现PEDF对肺大细胞癌NCI-H460细胞增殖具有抑制作用并能促进其凋亡。马建梅等[14]研究发现PEDF能够抑制人肺鳞癌SK-MES-1细胞增殖及侵袭，并促其凋亡，对肺鳞癌生长及转移具有对抗效应。
鉴于PEDF对肺肿瘤细胞增殖的抑制作用及促凋亡的作用，使得检测PEDF蛋白表达水平能辅助判断肺癌患者的预后，并有望成为治疗肺癌的辅助用药。相关研究已经得到了证实，有学者对Wilms肿瘤以及恶性黑色素瘤的治疗中应用纯化PEDF蛋白，取得了良好的临床效果[15]。同时不同的外在环境可能上调PEDF的表达水平，有研究发现缺氧及高葡萄糖均能下调PEDF表达水平[16-17]，这对肺癌患者并发症的相关控制也提供了有利的参考依据。
综上，PEDF通过抑制新生血管形成而对人肺腺癌肿瘤细胞SPC-A-1增殖起到抑制作用，且对肿瘤细胞的凋亡起到了促进作用，但其对正常血管并无明显抑制作用，且亦具有神经营养及保护作用，有广阔的研究前景。
参考文献：
将文献减至15条左右，核实文献（http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/，http://www.cnki.net/），补全文献发表年、期、卷、起止页码，参照格式如下：
例：
[1] 倪兆慧,钱家麒,丁小强,等.蔗糖铁注射液治疗维持性血液透析患者肾性贫血的前瞻性、随机对照多中心研究[J].中华肾脏病杂志,2006,22(3):143-148.
[2] Donald SH, Silverberg DA, Miriam B, et al. Intravenous iron for the treatment of predialysis anemia [J]. Kidney Int, 1999,55(69):79-84.
欢迎引用山东医药文献
[1]Cancer Genome Atlas Research Network. Comprehensive genomic characterization of squamous cell lung cancers[J]. Nature,2012,489(7417):519-525.
[2]Tombran-Tink J,Chader GG,Johnson LV. PEDF:a pigment epithelium-derived factor with potent neuronal differentiative activity[J]. Exp Eye Res,1991,53(3):411-4.
[3]徐锡明,陈金强,郑楠薪,等. PEDF结构和功能的关系[J]. 现代肿瘤医学,2012,09:1956-1958.
[4]Henschke CI,Yankelevitz DF,Libby DM,et al. Survival of patients with stage I lung cancer detected on CT screening[J]. N Engl J Med,2006,355(17):1763-71.
[5]娜仁图娜拉,闫雷,赵瑞杰,等. 流式细胞术及其在细胞凋亡检测中的应用[J]. 中国组织工程研究与临床康复,2009,27:5353-5356.
[6]王嫱. miRNA对VEGF介导肿瘤血管生成的调控作用研究进展[J]. 山东医药,2012,34:91-94.
[7]He SS,Shi HS,Yin T,et al. AAV-mediated gene transfer of human pigment epithelium-derived factor inhibits Lewis lung carcinoma growth in mice[J]. Oncol Rep,2012,27(4):1142-8.
[8]赵庆香,王中奇. 肿瘤相关巨噬细胞与肺癌侵袭转移的研究进展[J]. 山东医药,2014,17:98-100.
[18]Zhang L,Chen J,Ke Y,et al. Expression of pigment epithelial derived factor is reduced in non-small cell lung cancer and is linked to clinical outcome[J]. Int J Mol Med,2006,17(5):937-44.
[9]Tan ML,Choong PFM,Dass CR. Anti-chondrosarcom effects of PEDF mediated via molecules important to apoptosis,cell cycling,adhesion and invasion[J]. Biophys Res Commun,2010,398(4):613-618.
[10]Konson A,Pradeep S,D’Acunto CW,et al. Pigment epithelium-derived factor and its posphomimetic mutant induce JNK-dependent apoptosis and p38-mediated migration arrest[J]. J Biol Chem,2011,286(5):3540-3551.
[11]郑民,梁岳培,王洋. 非小细胞肺癌组织中VEGF、PEDF的表达变化及意义[J]. 山东医药,2011,18:53-54.
[12]娄志霞,束军,金程,沈继龙. PEDF对人肺腺癌A549细胞增殖与凋亡的影响[J]. 安徽医科大学学报,2014,10:1361-1364.
[13]刘正兵,束军. 色素上皮衍生因子对非小细胞肺癌NCI-H460细胞增殖和凋亡的影响[J]. 安徽医科大学学报,2013,06:604-606.
[14]马建梅,陈承,李雪萍. PEDF对肺鳞状细胞癌SK-MES-1细胞增殖、侵袭和凋亡的影响[J]. 吉林大学学报(医学版),2015,01:6-9+207.
[15]Yang H,Grossniklaus HE. Constitutive overexpression of pigment epithelium-derived factor inhibition of ocular melanoma growth and metastasis[J]. Invest Ophthalomol Vis Sci,2010,51(1):28-34.
[16]金程,束军,娄志霞,等. 不同浓度葡萄糖对肺腺癌细胞PEDF表达的影响[J]. 安徽医科大学学报,2014,08:1084-1087.
[17]姚毅,关明,赵秀琴,等. 缺氧和高浓度葡萄糖对体外培养人视网膜色素上皮衍生因子表达的影响[J]. 中华医学杂志,2003,22:64-67.
（收稿日期：2015-04-2）
【关键词】色素上皮衍生因子；肺腺癌；SPC-A-1细胞；细胞增殖；细胞凋亡
肺癌至今仍占癌症死亡的大部分，在全球范围内是恶性肿瘤导致死亡率最高的一类癌症，5年生存率不到15%，非小细胞肺癌（NSCLC）占肺癌发病的80%左右，肺腺癌是主要的组织学类型[1]。色素上皮衍生因子（PEDF）属于丝氨酸蛋白酶超级因家族，首次在视网膜上皮细胞培养液中发现[2]，众多研究发现其具有抑制新生血管形成，诱导肿瘤分化，从而抑制肿瘤的浸润、转移的功能[3]，其在肺癌各组织学类型细胞株中均有表达。近来研究发现，PEDF蛋白可通过抑制肿瘤血管形成来抑制肺癌细胞的增殖，是一种有效的抗肿瘤治疗方法[4]。本次研究通过对人肺腺癌SPC-A-1细胞在不同浓度PEDF蛋白的影响下增殖、凋亡情况进行研究，为使用PEDF诊断、治疗肺腺癌提供依据。
1. 材料与方法
1.1 细胞培养
人肺腺癌细胞株SPC-A-1（购于上海拜力生物科技有限公司），置于含100ml/L胎牛血清及2.5mmol/L谷氨酰胺的DMEM/F12培养基（购于上海拜力生物科技有限公司），在37℃、50ml/L CO2细胞培育箱中，常规无菌培养，细胞贴壁生长状况良好，取对数生长期细胞进行实验。
1.2 MTT检测
在SPC-A-1细胞对数生长期时，用胰酶（购于美国Sigma公司）消化后离心制备单细胞悬液，以每孔5×104个/ml接种在96孔培养板中，加入培养液，边缘孔加无菌PBS液，置于培养箱过夜。干预组分别加入PEDF蛋白（购于美国Hyclone公司）调整使终浓度为180nmol/L、360nmol/L、720nmol/L，不加PEDF的细胞为阴性对照组，各组设5个复孔。培养24h、48h及72h时加入10μlMTT液继续培养4h后出现结晶，吸去培养液加150μl二甲基亚砜（购于美国Sigma公司）后摇床震荡10min，结晶溶解后使用酶联免疫检测仪于570nm处检测溶液吸光度（A值），重复3次。增殖抑制率=（1-PEDF干预组A值/阴性对照组A值）×100%[5]。
1.3 流式细胞仪检测
在SPC-A-1细胞对数生长期时，用胰酶消化后以2×106个/ml密度接种至细胞瓶中，细胞贴壁生长后，吸去上清液，分别加入PEDF蛋白调整使终浓度为180nmol/L、360nmol/L、720nmol/L，不加PEDF的细胞为阴性对照组。PBS液清洗及再次消化后室温孵育，收集所有细胞，70%乙醇固定30min，PBS冲洗后加入5μl Annexin V-FITC及10μl PI溶液混匀置于流式管中，室温避光染色30min后使用流式细胞仪检测并计算细胞凋亡率。
1.4 统计学方法
研究数据采用SPSS 21.0统计学软件进行分析，计量资料采用（均数±标准差）表示，多组间比较采用单因素方差分析，两两比较采用SNK检验，检验标准取P<0.05具有统计学意义。
2. 结果
2.1 SPC-A-1细胞增殖抑制率
通过MTT法检测不同时间点不同浓度PEDF对人肺腺癌SPC-A-1细胞增殖的抑制率如表1。同一时间点，各浓度PEDF干预组的细胞增殖抑制率均明显高于阴性对照组（F=10.059；F=9.515；F=9.513，P<0.05）；各浓度PEDF干预组间比较差异具有统计学意义（P<0.05），且随着PEDF浓度的增加，对SPC-A-1细胞增殖抑制率也呈递增趋势；相同浓度PEDF环境下，各时间点间细胞增殖抑制率存在差异，具有统计学意义（F=1.610；F=1.188；F=0.418，P<0.05），且随着PEDF作用时间的延长，其对SPC-A-1细胞增殖的抑制率也呈递增趋势。
表1 PEDF对SPC-A-1细胞增殖的抑制率
| 组别 | 浓度（nmol/L） | 抑制率（%） | ||
| 24h | 48h | 72h | ||
| 对照组 | 0 | 0.00±0.91 | 0.00±0.45 | 0.00±0.29 |
| 干预组 | 180 | 16.33±4.17 | 20.52±6.39 | 29.74±7.96 |
| 360 | 33.72±8.14 | 40.18±9.03 | 48.63±9.76 | |
| 720 | 45.05±9.44 | 53.39±10.30 | 58.07±10.82 | |
经各浓度PEDF干预48h后，通过流式细胞仪检测人肺腺癌SPC-A-1细胞凋亡率分别为：阴性对照组（1.57±0.09）%、180nmol/LPEDF干预组（6.73±1.42）%、360nmo/LPEDF干预组（13.02±2.91）%、720nmol/L干预组（20.05±4.04）%，见图1，且随着PEDF浓度增高，SPC-A-1细胞凋亡率呈增高趋势。
阴性对照组 180nmol/LPEDF干预组
360nmol/LPEDF干预组 720nmol/LPEDF干预组
图1 流式细胞仪检测SPC-A-1细胞凋亡结果
3. 讨论
近来，众多研究发现通过抑制血管增生来控制肿瘤的发展被证实为一个有效的方法[6]。血管增生通过内皮细胞迁移及增殖完成，为肿瘤细胞提供了营养，同时血管增生刺激因子与抑制因子出现平衡紊乱，导致新生血管的出现[7]。肿瘤细胞的快速成长有赖于新生血管的形成，并同时通过新生血管形成了肿瘤细胞的转移途径[8]。色素上皮衍生因子（PEDF）是目前发现的最强的血管增生抑制因子，其对于肝癌、肺癌等多种恶性肿瘤均有抑制作用。且有研究发现其在肿瘤细胞凋亡过程中发挥了重要作用，Tan等[9]发现PEDF能够通过Fas通路上调细胞凋亡相关基因表达，并激活胱天蛋白酶信号通路，诱导肿瘤细胞凋亡。Konson等[10]发现PEDF可抑制毛细管道形成，阻碍内皮细胞迁移。
本次研究发现，PEDF可抑制人肺腺癌SPC-A-1细胞的增殖，促进肿瘤细胞的凋亡，并具有剂量依赖性。在PEDF抑制细胞增殖过程中，PEDF浓度及作用时间都对抑制肿瘤细胞增殖产生不同的影响，总体趋势表现为，随着PEDF浓度增高、作用时间延长，对细胞增殖抑制率越高。通过流式细胞技术分析发现，在不同浓度PEDF作用48h后，随着PEDF浓度的增高，肿瘤细胞凋亡率也增高。大量学者对于肺癌患者PEDF蛋白的表达做了相关研究，肺癌患者肿瘤组织中发现PEDF表达水平与肺癌淋巴结转移程度密切相关，PEDF低表达的肺癌组织更易发生淋巴结转移，且PEDF表达水平与肺癌分化程度、临床分期及远处转移密切相关，检测PEDF有助于明确肺癌病变程度[11]。He等[7]发现腺病毒介导的PEDF表达可抑制Lewis肺癌的生长。由此可见PEDF在肺癌患者中的表达水平与肺癌的发生发展密切相关，其通过抑制血管的增生发挥作用。
近来也有大量研究部对不同类型肺癌组织中PEDF蛋白的作用进行了探讨，娄志霞等[12]在对人肺腺癌A549细胞的研究中发现，PEDF的不同浓度、不同作用时间对A549细胞的增殖抑制率均存在差异，不同浓度PEDF对细胞的凋亡率亦存在差异，均呈递增趋势。刘正兵等[13]发现PEDF对肺大细胞癌NCI-H460细胞增殖具有抑制作用并能促进其凋亡。马建梅等[14]研究发现PEDF能够抑制人肺鳞癌SK-MES-1细胞增殖及侵袭，并促其凋亡，对肺鳞癌生长及转移具有对抗效应。
鉴于PEDF对肺肿瘤细胞增殖的抑制作用及促凋亡的作用，使得检测PEDF蛋白表达水平能辅助判断肺癌患者的预后，并有望成为治疗肺癌的辅助用药。相关研究已经得到了证实，有学者对Wilms肿瘤以及恶性黑色素瘤的治疗中应用纯化PEDF蛋白，取得了良好的临床效果[15]。同时不同的外在环境可能上调PEDF的表达水平，有研究发现缺氧及高葡萄糖均能下调PEDF表达水平[16-17]，这对肺癌患者并发症的相关控制也提供了有利的参考依据。
综上，PEDF通过抑制新生血管形成而对人肺腺癌肿瘤细胞SPC-A-1增殖起到抑制作用，且对肿瘤细胞的凋亡起到了促进作用，但其对正常血管并无明显抑制作用，且亦具有神经营养及保护作用，有广阔的研究前景。
参考文献：
将文献减至15条左右，核实文献（http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/，http://www.cnki.net/），补全文献发表年、期、卷、起止页码，参照格式如下：
例：
[1] 倪兆慧,钱家麒,丁小强,等.蔗糖铁注射液治疗维持性血液透析患者肾性贫血的前瞻性、随机对照多中心研究[J].中华肾脏病杂志,2006,22(3):143-148.
[2] Donald SH, Silverberg DA, Miriam B, et al. Intravenous iron for the treatment of predialysis anemia [J]. Kidney Int, 1999,55(69):79-84.
欢迎引用山东医药文献
[1]Cancer Genome Atlas Research Network. Comprehensive genomic characterization of squamous cell lung cancers[J]. Nature,2012,489(7417):519-525.
[2]Tombran-Tink J,Chader GG,Johnson LV. PEDF:a pigment epithelium-derived factor with potent neuronal differentiative activity[J]. Exp Eye Res,1991,53(3):411-4.
[3]徐锡明,陈金强,郑楠薪,等. PEDF结构和功能的关系[J]. 现代肿瘤医学,2012,09:1956-1958.
[4]Henschke CI,Yankelevitz DF,Libby DM,et al. Survival of patients with stage I lung cancer detected on CT screening[J]. N Engl J Med,2006,355(17):1763-71.
[5]娜仁图娜拉,闫雷,赵瑞杰,等. 流式细胞术及其在细胞凋亡检测中的应用[J]. 中国组织工程研究与临床康复,2009,27:5353-5356.
[6]王嫱. miRNA对VEGF介导肿瘤血管生成的调控作用研究进展[J]. 山东医药,2012,34:91-94.
[7]He SS,Shi HS,Yin T,et al. AAV-mediated gene transfer of human pigment epithelium-derived factor inhibits Lewis lung carcinoma growth in mice[J]. Oncol Rep,2012,27(4):1142-8.
[8]赵庆香,王中奇. 肿瘤相关巨噬细胞与肺癌侵袭转移的研究进展[J]. 山东医药,2014,17:98-100.
[18]Zhang L,Chen J,Ke Y,et al. Expression of pigment epithelial derived factor is reduced in non-small cell lung cancer and is linked to clinical outcome[J]. Int J Mol Med,2006,17(5):937-44.
[9]Tan ML,Choong PFM,Dass CR. Anti-chondrosarcom effects of PEDF mediated via molecules important to apoptosis,cell cycling,adhesion and invasion[J]. Biophys Res Commun,2010,398(4):613-618.
[10]Konson A,Pradeep S,D’Acunto CW,et al. Pigment epithelium-derived factor and its posphomimetic mutant induce JNK-dependent apoptosis and p38-mediated migration arrest[J]. J Biol Chem,2011,286(5):3540-3551.
[11]郑民,梁岳培,王洋. 非小细胞肺癌组织中VEGF、PEDF的表达变化及意义[J]. 山东医药,2011,18:53-54.
[12]娄志霞,束军,金程,沈继龙. PEDF对人肺腺癌A549细胞增殖与凋亡的影响[J]. 安徽医科大学学报,2014,10:1361-1364.
[13]刘正兵,束军. 色素上皮衍生因子对非小细胞肺癌NCI-H460细胞增殖和凋亡的影响[J]. 安徽医科大学学报,2013,06:604-606.
[14]马建梅,陈承,李雪萍. PEDF对肺鳞状细胞癌SK-MES-1细胞增殖、侵袭和凋亡的影响[J]. 吉林大学学报(医学版),2015,01:6-9+207.
[15]Yang H,Grossniklaus HE. Constitutive overexpression of pigment epithelium-derived factor inhibition of ocular melanoma growth and metastasis[J]. Invest Ophthalomol Vis Sci,2010,51(1):28-34.
[16]金程,束军,娄志霞,等. 不同浓度葡萄糖对肺腺癌细胞PEDF表达的影响[J]. 安徽医科大学学报,2014,08:1084-1087.
[17]姚毅,关明,赵秀琴,等. 缺氧和高浓度葡萄糖对体外培养人视网膜色素上皮衍生因子表达的影响[J]. 中华医学杂志,2003,22:64-67.
（收稿日期：2015-04-2）